key: cord-0802802-9wonoara
authors: von Stillfried, Saskia; Boor, Peter
title: Nachweismethoden von SARS-CoV-2 in Gewebe
date: 2021-03-01
journal: Pathologe
DOI: 10.1007/s00292-021-00919-8
sha: ccf1600ef00c49e400321fdf71d93c5d7da598ff
doc_id: 802802
cord_uid: 9wonoara

BACKGROUND: Analyses for the presence of SARS-CoV‑2 in the tissues of COVID-19 patients is important in order to improve our understanding of the disease pathophysiology for interpretation of diagnostic histopathological findings in autopsies, biopsies, or surgical specimens and to assess the potential for occupational infectious hazard. MATERIAL AND METHODS: In this review we identified 136 published studies in PubMed’s curated literature database LitCovid on SARS-CoV‑2 detection methods in tissues and evaluated them regarding sources of error, specificity, and sensitivity of the methods, taking into account our own experience. RESULTS: Currently, no sufficiently specific histomorphological alterations or diagnostic features for COVID-19 are known. Therefore, three approaches for SARS-CoV‑2 detection are used: RNA, proteins/antigens, or morphological detection by electron microscopy. In the preanalytical phase, the dominant source of error is tissue quality, especially the different intervals between sample collection and processing or fixation (and its duration) and specifically the interval between death and sample collection in autopsies. However, this information is found in less than half of the studies (e.g., in only 42% of autopsy studies). Our own experience and first studies prove the significantly higher sensitivity and specificity of RNA-based detection methods compared to antigen or protein detection by immunohistochemistry or immunofluorescence. Detection by electron microscopy is time consuming and difficult to interpret. CONCLUSIONS: Different methods are available for the detection of SARS-CoV‑2 in tissue. Currently, RNA detection by RT-PCR is the method of choice. However, extensive validation studies and method harmonization are not available and are absolutely necessary.

gnostik einer SARS-CoV-2-Infektion bei PatientInnen die RT-PCR oder, in zunehmendem Maße, Schnelltests zum Antigennachweis aus Nasen-Rachen-Abstrichen, bronchioalveolärer Lavage oder anderweitigem Material aus den unteren Atemwegen bzw. der Lunge eingesetzt. Diese Methoden sind inzwischen sehr gut etabliert und validiert. Im Gegensatz dazu sind die Nachweismethoden in Gewebe viel weniger erforscht und validiert. Der Virusnachweis in Gewebe ist jedoch wichtig für ein besseres Verständnis der Pathophysiologie der Krankheit, die Interpretation diagnostischer histopathologischer Befunde von Obduktionen, Biopsien oder chirurgischen Proben oder zur Beurteilung eines potenziellen berufsbedingten Infektionsrisikos.

Allgemeine Informationen zu SARS-CoV-2 sind in einem gesonderten Beitrag in dieser Sonderausgabe zu finden [24] . Für molekulare Gewebenachweisverfahren ist es besonders wichtig, dass es sich bei SARS-CoV-2 um ein Einzelstrang-RNA-Virus handelt. Das virale Genom enthält mehrere Gene: E(Hüllprotein)-Gen, M(Membranprotein)-Gen, N(Nukleokapsidprotein)-Gen, RdRp(RNAabhängiges RNA-Polymerase)-Gen, S(Spikeprotein)-Gen und verschiedene ORF("open reading frame")-Gene, die für 10 Proteine codieren. Für den Nachweis von SARS-CoV-2 werden in der Pathologie ähnliche Methoden verwendet, die auch für die Diagnose anderer Infektionskrankheiten einschließlich nichtviraler Erkrankungen eingesetzt werden (. Abb. 1). Im Einzelnen sind dies der Antigen-/Proteinnachweis mittels Immunhistochemie/Immunfluoreszenz (Spikeprotein und Nukleokapsidprotein), der RNA-Nachweis mittels In-situ-Hybridisierung (ORF1ab-Gen, Spikeprotein-Gen und Nukleokapsidprotein-Gen) oder RT-PCR (meist RdRp-Gen, ORF1ab-Gen, Spikeprotein-Gen, Hüllprotein-Gen und Nukleokapsidprotein-Gen) und der morphologische Nachweis von intakten Viruspartikeln mittels Elektronenmikroskopie (. Abb. 2). Eine weitere Möglichkeit und letztlich die einzige Methode, die das Vorhandensein eines infektiösen Virus mit Sicherheit bestätigen kann, ist die In-vitro-Kultur des Virus. Diese Methode wird hauptsächlich in spezialisierten virologischen Laboren angeboten.

In dieser Arbeit haben wir alle Publikationen zu Detektionsmethoden von SARS-CoV-2 im Gewebe (Stand 01.11.2020) aus der kuratierten Literaturdatenbank LitCovid von PubMed eingeschlossen (insgesamt 136 Publikationen) und die Nachweismethoden sowie die Angaben zu präanalytischen Faktoren, insbesondere dem postmortalen Intervall (Zeitraum zwischen Tod und Obduktion), intraanalytischen Faktoren, insbesondere Angaben zu Kontrollgewebe und postanalytischen Faktoren, sowie zur Interpretation des Ergebnisses als positiver oder negativer Nachweis von SARS-CoV-2 sowie die Art der Publikation (Originalarbeit, Fallbericht, Brief an den Herausgeber, Andere) ausgewertet.

Abb. 1 8 SARS-CoV-2-Gensequenz (grün) und Proteinsequenz (rot) mit Indikation der aktuell genutzten molekularen Detektionsmethoden ("severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 isolate Wuhan-Hu-1,complete genome",Abbildungmodifiziert vonNCBIReference Sequence:NC_045512.2) Abb. 2 

Background. Analyses for the presence of SARS-CoV-2 in the tissues of COVID-19 patients is important in order to improve our understanding of the disease pathophysiology for interpretation of diagnostic histopathological findings in autopsies, biopsies, or surgical specimens and to assess the potential for occupational infectious hazard. Material and methods. In this review we identified 136 published studies in PubMed's curated literature database LitCovid on SARS-CoV-2 detection methods in tissues and evaluated them regarding sources of error, specificity, and sensitivity of the methods, taking into account our own experience. Results. Currently, no sufficiently specific histomorphological alterations or diagnostic features for COVID-19 are known. Therefore, three approaches for SARS-CoV-2 detection are used: RNA, proteins/antigens, or morphological detection by electron microscopy. In the preanalytical phase, the dominant source of error is tissue quality, especially the different intervals between sample collection and processing or fixation (and its duration) and specifically the interval between death and sample collection in autopsies. However, this information is found in less than half of the studies (e.g., in only 42% of autopsy studies). Our own experience and first studies prove the significantly higher sensitivity and specificity of RNA-based detection methods compared to antigen or protein detection by immunohistochemistry or immunofluorescence. Detection by electron microscopy is time consuming and difficult to interpret. Conclusions. Different methods are available for the detection of SARS-CoV-2 in tissue. Currently, RNA detection by RT-PCR is the method of choice. However, extensive validation studies and method harmonization are not available and are absolutely necessary.

COVID-19 · Electron microscopy · Fluorescence in situ hybridization · Reverse transcriptase polymerase chain reaction · Preanalytical phase meist eine Digitalisierung der Bilder. Im Fall der RT-PCR ist eine Standardisierung mit einem spezifischen in vitro transkribierten RNA-Quantifizierungsstandard möglich [11] . Eine weitere intraanalytische Fehlerquelle liegt in den unterschiedlichen Detektionskits, die teilweise eine erheblich unterschiedliche Performance, z. B. in der Sensitivität, aufweisen können (eigene unveröffentlichte Ergebnisse). 

Die Nachweismethoden für SARS-CoV-2 können morphologisch (ultrastrukturelle Morphologie), protein-/antigenbasiert (Immunhistologie, Immunfluoreszenz) oder RNA-basiert (In-situ-Hybridisierung, PCR) sein (. Abb. 2). Weitere Methoden, wie z. B. virale Genomik oder In-vitro-Nachweis von infektiösen Viren aus Gewebe, wurden bisher nur sporadisch in Pathologiematerial angewandt.

Derzeit gibt es keine Studien, die die Spezifität und Sensitivität von Frischgewebe und formalinfixiertem, paraffineingebettetem Gewebe (FFPE) vergleichen, wobei die meisten aktuellen Studien an FFPE Material durchgeführt wurden. Die Bedeutung der Diskrepanz zwischen unauffälliger Histomorphologie (z. B. extrapulmonale Endothelien) und positivem Virusnachweis mittels Immunhistochemie [5, 19] oder RT-PCR [41] ist noch unklar.

Spezifische histomorphologische Veränderungen, die eine COVID-19-Diagnose erlauben würden oder spezifische SARS-CoV-2-induzierte viropathische morphologische Phänotypen sind bis-lang nicht bekannt [26, 32, 41, 42] . Derzeit erscheint es unwahrscheinlich, dass solche Veränderungen identifiziert werden können. In der Lunge wurde das Bild eines diffusen Alveolarschadens mit Pneumozytenproliferation, Ödem, hyalinen Membranen und squamöser Metaplasie in der Frühphase der Infektion (<10 Tage) und Fibrose mit mehrkernigen (CD68-positiven) Riesenzellen in der Spätphase (>10 Tage) beschrieben. Das für SARS und für SARS-CoV-2-Infektionen beschriebene Bild ist identisch [13, 37, 44] . Als auffälliger Befund in COVID-19-Obduktionen wurde ein häufiger Nachweis von Thrombembolien und Mikrothromben beschrieben [1, 12, 18, 25, 30, 41, 43, 51] , der jedoch auch bei diffusem Alveolarschaden anderer Ätiologie auftreten kann [4] . Eine mögliche Überinterpretation von postmortalen Gerinnseln als intravitale Thromben wurde diskutiert [38, 45] . Zu den organspezifischen Auswirkungen von SARS-CoV-2 verweisen wir auf die entsprechenden Artikel in dieser Ausgabe [2, 3] .

Wie bei anderen Viren ist der Nachweis vonintaktenViruspartikelnultrastrukturell mittels Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) möglich. Vorteile dieser Methode sind die morphologische Lokalisation in spezifischen Zellen und der Nachweis intakter Viruspartikel im Gegensatz zum Nachweis von strukturellen Bestandteilen wie Proteinen und RNA. Bislang wurde der Versuch eines SARS-CoV-2-Nachweises in 46 Studien publiziert. Positive Nachweise bzw. "virus-like particles" wurden in 24 bzw. 11 Studien berichtet (Tab. 1, Zusatzmaterial online). Ein negatives Ergebnis fand sich in 11 Studien (Tab. 1, Zusatzmaterial online). Als Fixativ wurde in der Regel Glutaraldehyd mit einer Konzentration von 1,5-4 % verwendet. In einzelnen Studien wurde das Gewebe primär bis zu 10 Tage in Formaldehyd fixiert und später in Glutaraldehyd überführt [17, 23] . In nur 2 Studien wurden infizierte Zellen aus Zellkultur als Positivkontrolle oder COVID-19-negatives Gewebe aus Obduktionen als Negativkontrolle verwendet [14, 22] . Das postmortale Intervall bzw. die Ischämiezeit wurde in der Mehrheit der Studien nicht angegeben (Tab. 1, Zusatzmaterial online).

Die Interpretation des ultrastrukturellen SARS-CoV-2-Nachweises ist schwierig, da verschiedene Zellbestandteile eine virusähnliche Größe und Morphologie zeigen, die insbesondere von Nichtexperten leicht mit Viren verwechselt werden können. Insbesondere handelt es sich um "clathrin-coated vesicles", "multilamellar bodies" und raues endoplasmatisches Retikulum [14, 16, 36] . In infizierten Zellen aus Zellkultur mit hoher Virusmenge ist ein ultrastruktureller Nachweis in der Regel möglich [14, 49] , während der Virusnachweis an Obduktionsmaterial extrem schwierig, zeitintensiv und nur in Ausnahmefällen und in den Händen ausgewiesener Experten erfolgreich ist [22] . Als zusätzlicher analytischer und postanalytischer Faktor gehört der ultrastrukturelle Nachweis von Virenund die dafürbenötigtenVergrößerungen nicht zum Routinerepertoire der häufig an die Pathologie angegliederten, diagnostischen Elektronenmikroskopiezentren [22] . Weitere Besonderheiten des SARS-CoV-2-Nachweises mittels Elektronenmikroskopie wurden kürzlich umfassend diskutiert [22] .

Der Protein-/Antigennachweis ist in der Pathologie eine hervorragend etablierte und validierte Methode zur Diagnose viraler und nichtviraler Erkrankungen. Im Falle von SARS-CoV-2 ist ein distinktes Signal in der Immunhistochemie oder Immunfluoreszenz jedoch in der Regel mit Vorsicht zu interpretieren (. Abb. 3) , vor allem bei fehlenden oder inkompletten Positiv-und Negativkontrollen. Die kürzlich eingeführten und verfügbaren Antigenschnelltests könnten auch in der pathologischen Diagnostik ihren Nutzen finden. Insbesondere könnten sie bei Autopsien oder im Schnellschnitt/ Biobank mittels Abstrich eine schnelle Information über eine mögliche SARS-CoV-2-Infektion liefern. Aktuell gibt es hierzu keine Arbeiten und es ist unklar, ob die Sensitivität und Spezifität ausreichend sind. Andere neuartige Methoden zum Proteinnachweis, wie z. B. die Massenspektrometrie, wurden bisher nicht als Virusnachweisverfahren in Untersuchungsmaterial der Pathologie eingesetzt.

Die potenziellen Vorteile der Immunhistochemie sind die mögliche Lokalisierbarkeit des Signals in spezifischen Zellen und Korrelation mit pathologischen Veränderungen des jeweiligen Gewebes sowie die sehr breite Verfügbarkeit dieser Methoden in den Pathologien. Eine Fehlerquelle bei der Detektion von SARS-CoV-2 mittels Immunhistochemie ist ein unspezifisches Signal, das nur bei Verwendung von Positivkontrollen (z. B. infizierte Zellen aus Zellkultur) und Negativkontrollen (z. B. Gewebe aus Non-COVID-19-Obduktionen) identifiziert werden kann (. Abb. 3; [35] ). Die kommerziell verfügbaren Antikörper gegen SARS-CoV-2-Proteine sind von den Herstellern nicht hinsichtlich Spezifität und Sensitivität getestet. Als alleinige Negativkontrolle ist das Weglassen des primären Antikörpers nicht geeignet [20] . Angaben zu Kontrollgeweben finden sich in 22 von 40 Studien (55 %). Geeignete Negativkontrollen, um ein falsch positives Signal zu erkennen (z. B. Lungengewebe aus Nicht-COVID-19-Obduktionen), wurden in 13 von 31 Studien verwendet, die einen positiven Nachweis von SARS-CoV-2 berichteten (42 %). Das positive Signal wurde in diesen Studien den glandulären Zellen der Nasopharynxschleimhaut, Pneumozyten (diffus zytoplasmatisch, schwach extrazellulär), multinukleären Riesenzellen, respiratorischen Zylinderepithelien, peribronchialen Drüsen, Alveolarmakrophagen, hyalinen Membranen (diffus, stark positiv), Endothelien (granulär zytoplasmatisch), Synzytiotrophoblast und Zytotrophoblast, Tubulusepithelzellen der Niere, glomerulären Endothelien und ekkrinen Drüsen der Haut (granulär zytoplasmatisch) zugeordnet. In 9 Studien war der SARS-CoV-2-Nachweis mittels Immunhistochemie negativ (Tab. 1, Zusatzmaterial online). In einer Studie zeigte sich ein schwaches unspezifisches Signal im gesamten Nierenparenchym [29] . Es wurden 15 verschiedene Antikörper gegen das Spikeprotein und Nukleokapsidprotein veröffentlicht (. Abb. 1 und Tab. 1, Zusatzmaterial online). Die Spezifität der Färbereaktion von 2 häufig eingesetzten Antikörpern wurde in Leserkommentaren angezweifelt [5, 29, 33, 47] .

Angaben zu Sensitivität und Spezifität des Nachweises von SARS-CoV-2 mittels Immunhistochemie im Vergleich zu Insitu-Hybridisierung und RT-PCR wurden bislang in einer Studie an 8 COVID-19-Obduktionen gemacht, in der als Negativkontrolle Gewebe von Nicht-COVID-19-Obduktionen verwendet wurde. Diese zeigte für die Immunhistochemie im Vergleich zur RT-PCR eine Sensitivität von 85,7 % und eine Spezifität von 53,3 % mit geringer bis mäßiger Interobservervariabilität. Die Detektion von SARS-CoV-2 mittels Immunhistochemie gelang ausschließlich in der Lunge. In Herz, Leber, Niere, Dünndarm, Haut, Fettgewebe und Knochenmark gelang der Virusnachweis nicht [34] .

Eine potenzielle Quelle für eine mögliche falsch positive Interpretation eines unspezifischen Färbemusters kann die Untersuchung von Plazentagewebe von COVID-19-positiven Müttern oder Verwendung von plazentarem Gewebe als Positivkontrolle sein, da sowohl plazentare Endothelzellen als auch Synzytiotrophoblast ein distinktes, aber falsch positives Signal zeigen können [21] . In einer Studie wurde keine Kreuzreaktivität eines SARS-CoV-Nucleokapsidprotein-Antikörpers mit Influenza A(H1N1), Influenza B, humanem respiratorischem Synzytial-Virus, Parainfluenzavirus Typ 3, humanem Coronavirus (HCoV) 229E oder MERS-CoV in PCR-validierten Kontrollgeweben gefunden [33] . Die Antikörper färben in der Regel sowohl SARS als auch SARS-CoV-2 an, was jedoch keine diagnostischen Schwierigkeiten verursachen sollte. Wie die Kreuzreaktivität der meisten Antikörper, insbesondere mit anderen Coronaviren ausfällt, bleibt unklar.

Zusammenfassend ist nach aktuellen Datenlage und im Vergleich zu RNA-basierten Methoden die Immunhistochemie für den Nachweis von SARS-CoV-2 nicht zu empfehlen.

Im Vergleich zur Immunhistochemie wurde die Immunfluoreszenz zur Detektion von SARS-CoV-2-Proteinen/ Antigenen seltener eingesetzt [9, 28, 31, 40] , möglicherweise da in formalinfixiertem, paraffineingebettetem Gewebe stärkere Autofluoreszenz einen störenden intraanalytischen Faktor darstellt. Darüber hinaus sind exakte Lokalisation des positiven Signals und Erkennen von möglichen morphologischen Korrelaten der Virusinfektion durch die fehlende Übersichtsfärbung, insbesondere bei zusätzlichen autolytischen Veränderungen in Obduktionsmaterial, erschwert.

Der RNA-Nachweis von Virus-RNA ist als Standardmethode zur Diagnose von COVID-19 zur Untersuchung von Abstrichen schon seit der SARS-Epidemie im Jahr 2003 etabliert und validiert. Überwiegend wird die genomische Virus-RNA nachgewiesen, wobei auch der Nachweis von Virustranskripten bzw. Transkriptom möglich ist [39] . Als Zielmolekül für die Amplifikation können verschiedene Gene gewählt werden (Tab. 1, Zusatzmaterial online). Das E(Hüllprotein)-Gen ist ein stark konserviertes Gen, das in SARS und in SARS-CoV-2 identisch ist (pan-Sarbecovirus-Gen). Daher wird in einem Protokoll empfohlen, die E(Hüllprotein)-Genamplifikation als Vortest für den Nachweis von SARS-Viren zu verwenden und im Falle eines positiven Ergebnisses anschließend 1 oder 2 weitere Gene von SARS-CoV-2 als Bestätigungstest zu amplifizieren (N-[Nukleokapsidprotein]-Gen, RdRp[RNA-abhängiges RNA-Polymerase]-Gen) [10] . Das S(Spikeprotein)-Gen weist aufgrund von hohem Selektionsdruck häufiger Mutationen auf, weshalb die alleinige Amplifikation des S-Gens nicht empfohlen wird. Es kann aber als drittes Zielmolekül zur Detektion von Mutationen genutzt werden [27] . Für einen robusten Nachweis sollten mindestens 2 Zielmoleküle mit einem möglichst sensitiven und regional etablierten Assay amplifiziert werden, wie von der WHO und vom Robert Koch-Institut empfohlen [50] . Neben allen im jeweiligen Kit empfohlenen Kontrollen ist das Mitführen einer Positivkontrolle, z. B. aus einem bestätigten COVID-19-Fall, angeraten, wobei eine gesonderte Negativkontrolle nicht unbedingt notwendig ist.

Eine vergleichsweise unkomplizierte Möglichkeit, SARS-CoV-2-RNA in Geweben nachzuweisen, sind Abstriche von Geweben oder Organen (z. B. Nasopharynx, Cornea, Lunge, Trachea, Colon) während der Obduktion (oder im Schnellschnitt oder in der Biobank). Ein positiver Nachweis von SARS-CoV-2-RNA 12 Tage post mortem wurde beschrieben (Tab. 1, Zusatzmaterial online). Vorteilhaft ist die sehr breite Etablierung und Erfahrung mit der RT-PCR aus Abstrichen für die klinische COVID-19-Diagnostik. Die Korrelation zwischen intra-und postmortalem Nachweis von viraler RNA aus Abstrichmaterial ist noch unklar. In einer Studie, die die Detektion von SARS-CoV-2 aus Corneaabstrichen mit dem postmortalen nasopharyngealen Abstrich und intravitalen Nachweis verglich, hat sich der Corneaabstrich, der vor Hornhaut-transplantationen durchgeführt wurde, als nicht nützlich erwiesen (bei allen klinisch bestätigten Fällen negativ), und auch der nasopharyngeale Abstrich war nur bedingt brauchbar [15] 

RT-PCR zum Nachweis viraler RNA ist mit 45 Publikationen die am häufigsten veröffentlichte Methode zum Virusnachweis in Gewebe. In 40 Studien wurde SARS-CoV-2-RNA in Gewebe mittels RT-PCR nachgewiesen, in 5 Studien nicht (Tab. 1, Zusatzmaterial online). Das Post-mortem-Intervall war in der Mehrheit der Publikationen angegeben. Mögliche präanalytische Fehlerquellen in der RT-PCR sind die RNA-Degradierung während des Post-mortem-Intervalls oder der Ischämiezeit und RNA-Fragmentierung während der Formalinfixation. Korrelationen zwischen quantitativem RNA-Nachweis in vivo und quantitativem RNA-Nachweis post mortem existieren bislang nicht. Ein positiver Nachweis von SARS-CoV-2-RNA nach einem Post-mortem-Intervall von 12 Tagen wurde beschrieben (Tab. 1, Zusatzmaterial online). Ein postanalytischer Störfaktor der RT-PCR ist die limitierte Vergleichbarkeit der Ergebnisse zwischen 2 Standorten durch verschiedene PCR-Geräte, genutzte Kits mit verschiedener Art und Anzahl der Zielgene (. Abb. 1) und unterschiedlicher Anzahl der PCR-Zyklen ("cycle threshold", Ct-Wert), die als Cut-off-Wert ein positives Ergebnis determinieren. Ein Vergleich der unterschiedlichen Methoden und Ansätze oder Ringversuche gibt es bislang noch nicht. In der Mehrheit der Publikationen wird entweder der Ct-Wert zwischen < 25 Zyklen und ≤ 45 Zyklen oder die quantitative Viruslast nach Standardisierung angegeben. Ein Nachteil der RT-PCR ist die fehlende Möglichkeit einer Zuordnung der detektierten Virus-RNA zu spezifischen Zellen.

In-situ-Hybridisierung (ISH, . Abb. 4) wurde bislang in 30 von 136 Studien genutzt. In der Mehrheit der Studien wurde chromogene In-situ-Hybridisierung (CISH) genutzt. Eine positive Detektion von SARS-CoV-2-RNA mittels ISH berichteten 16 Studien. Weitere 14 Studien konnten keine SARS-CoV-2-RNA nachweisen. Ein Vergleich zwischen Immunhistochemie und In-situ-Hybridisierung (ISH) mit RT-PCR zur Virusdetektion ergab eine hohe Spezifität (100 %) und Sensitivität (86,7 %) der In-situ-Hybridisierung und mäßige bis nahezu perfekte Interobservervariabilität [34] . In einem Vergleich zwischen Immunhistochemie und In-situ-Hybridisierung für den Nachweis von SARS-CoV-2 in Niere, Plazenta und Lungengewebe von COVID-19-Patienten und COVID-19-Obduktionsfällen zeigte sich eine Übereinstimmung von 100 % [6] .

Virus-RNA-Sequenzierung, Next Generation Sequencing (NGS) [34, 43, 45] , "nested" PCR [46] oder Proteomics [39] wurden bislang nur in einzelnen Studien angewandt. Die Sequenzierung des Virus ist für die genealogische Bestimmung der Virusherkunft und zur Detektion von Mutationen wichtig.

Die einzige sichere Detektionsmethode von infektiösem Virus durch Inoku- lation von Zellen in Zellkultur mit Abstrichen von Obduktionsgeweben wurde ebenfalls selten durchgeführt. Dies ist die einzige Nachweismethode von infektiösem Virus und kann gleichzeitig als Ausgangsmaterial für den Virusnachweis mittels Transmissionselektronenmikroskopie genutzt werden [7, 49] . Ein Nachteil dieser Nachweismethode ist jedoch die Notwendigkeit von Laboren der biologischen Sicherheitsstufe 3 oder 4 und entsprechend geschulten Mitarbeitern zu ihrer Durchführung, die überwiegend in spezialisierten virologischen Laboren verfügbar sind.

Der Nachweis von SARS-CoV-2 im Gewebe ist mittels verschiedener Methoden möglich, die jeweils unterschiedliche Vor-und Nachteile sowie Indikationsbereiche haben. Die Nachweismethoden und insbesondere die Interpretation der Befunde sind aufgrund unterschiedlicher Faktoren in der präanalytischen, intraanalytischen und postanalytischen Phase nicht immer einfach, insbesondere bei negativen Ergebnissen. Aufgrund der besten Performance wird aktuell der RNA-basierte Nachweis in FFPE 

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